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Stichwortverzeichnis



Experimente und Nachweisreaktionen








Experimente Nachweisreaktionen
benötigte Materialien
Durchführung
Beobachtung Auswertung
allgemeine Nachweisreaktionen:
Chromatographie der Blattfarbstoffe (Trennungsvorgang)
  • Blatt
  • Schere
  • Mörser
  • Filterpapier
  • Gefäß
  1. grünes Blatt kleinschneiden
  2. Quarzsand dazugeben (oder erhitzten Seesand)
  3. Etanol dazugeben
  4. weiter zerkleinern
  5. filtern
  6. Filterpapierstreifen hereinstellen (ca. 3min)
  7. trocknen lassen
  • Grün --> Gelb --> leicht Rot
  • Kapilarwirkung des Papieres:
  • Durch unterschiedliche Eigenschaften der Farbbestandteile des Chlorophyls werden die einzelnen Farben unterschiedlich weit transportiert und werden getrennt sichtbar
  • gelb = Caratonoide
  • grün = Chlorphyl
  • rot = Xantophyle
Nachweis von Reduzierenden Zuckern (z.B. Glucose, Fructose, Maltose)
Es kann nur Zucker mit freiliegender Aldehydgruppe nachgewiesen werden (keine Sacharose)
  • Fehling I (CuSO4)
  • Fehling II (organisches Tartat)
  • Reagenzglas
  • Brenner
  • Reagenzglashalter
  1. Substanz lösen
  2. Fehling I + II zu gleichen Teilen zugeben
  3. leicht erwärmen (Vorsicht Siedeverzug)
  • Ziegelrote Färbung wenn Zucker vorhanden
  • nicht mehr blau oder grün
  • grün => kann Hinweis auf Sacherose sein
Nachweis von Stärke
  • Jod-Kalilium- Jodidlösung
  1. auftropfen der farblosen Flüssigkeit
  • Blau-Schwarzfärbung
Nachweis von Cellulose
  • Chlor-Zink Lösung
  1. auftropfen
  • tiefrote Färbung
Nachweis von Lignin
  • Phloroglyzin- lösung
  1. auftropfen
  2. 5min warten
  • purpurrote Färbung
Nachweis von Fetten (Fettfleckprobe)
  • Fett
  • Filterpapier
  1. auftragen auf Filterpapier
  2. trocknen
  • bleibt ein Fleck
Nachweis von Eiweiß:
Xanttoprotein - Reaktion
  • Salpeter
  • Eiweißlösung oder gekochtes Ei
  1. wenige Tropfen Salpeter auftropfen
  • gelbe Färbung
Binret Reaktion
  • 2ml Eiweißlösung
  • 2ml Natrium- hydroxidlösung
  • Kupfersulfatlösung
  1. Eiweißlösung und Natriumhydroxydlösung vermischen
  2. wenig Tropfen Kupfersulfat dazugeben
  • violete Färbung
Wärmereaktion
  • Reagenzglas
  • Reagenzglashalter
  • Brenner
  1. Lösung über 60°C erhitzen
  • Eiweiß wird fest
  • => denaturiert
Nachweise für den enzymatischen Abbau von Nährstoffen:
Stärkeabbau
  • Fehling I
  • Fehling II
  • Jod-Kaliumjodid- Lösung
  • α - Amylase
    • Mundspeichel
    • erwärmte Schwefelsäure
  • 4 Reagenzgläser
  1. Reagenzglas
    1. Stärke
    2. Wasser
    3. Iod-Kaliumjodidlösung
  2. Reagenzglas
    1. Stärke
    2. Wasser
    3. Fehling I + II
  3. Reagenzglas
    1. Stärke
    2. Wasser
    3. α - Amylase
    4. an warmen Ort 10min stehen lassen
    5. dann  Iod-Kaliumjodidlösung
  4. Reagenzglas
    1. Stärke
    2. Wasser
    3. α - Amylase
    4. an warmen Ort 10min stehen lassen
    5. dann Fehling I + II
  • 1. Reagenzglas
    • blau-schwarze Färbung
    • =>Stärke enthalten
  • 2. Reagenzglas
    • grüne Färbung
    • =>Stärke enthalten
  • 3. Reagenzglas
    • geringere  blau-schwarz Färbung
    • => Stärke abgebaut
  • 4. Reagenzglas
    • Ziegelrote Färbung
    • => Stärke abgebaut
Katalasereaktion
  • H2O2 Wasserstoff- peroxid
  • Katalase
    • Kartoffelpresssaft
    • Apfelstückchen
  • Enzym + H2O2
  • Bläschenbildung
  • 2H2O2 <=> 2H2O O2
Enzymhemmung
  • Katalase
  • Schwehrmetalllösung
  • Wasserstoffperoxid
  • 2 Reagenzgläser
  1. Katalase erwärmen
  2. Wasserstoffperoxid hinzufügen

  1. Zur Katalase Schwehrmetalllösung hinzufügen
  2. Wassestoffperoxid hinzufügen
  • keine Bläschenbildung in beiden Proben
  • => Enzyme sind denaturiert
Fettabbau
  • 3.5%ige Milch
  • Phenolphthalein Indikator
    • farblos
    • bei pH8 pink
  • Natriumcarbonatlösung
    • zur basischen Reaktion der Milch
  • Lipase
  • 2 Reagenzgläser
  1. Milch, Phenolphthalein und Natriumcarbonat in beide Reagenzgläser geben
  2. in das 2. Reagenzglas zusätzlich Lipase geben
  3. 10min an warmen ort stehen lassen
  • 1. Reagenzglas
    • pinkfärbung
  • 2. Reagenzglas
    • entfärbung der Lösung
    • entstehende Fettsäuren neutralisieren => basische Lösung
    • pH Wert fällt
Wirkung von Gallsaft
  • Öl
  • Gallsaft
  • 2 Reagenzgläser
  1. Öl in beide Reagenzgläser
  2. Gallsaft ins zweite Reagenzglas

Nachweise für Photosynthese
Stärkenachweis im Laubblatt
  • Blatt
  • kochendes Wasser
  • Alkohol
  • Iod-Kaliumjodidlösung
  1. Blatt vorbrühen
  2. in heißen Alkohol spühlen
  3. Jod-Probe
  • Blatt färbt sich dunkel => Stärke enthalten
Nachweis von Kohlenstoff im Laubblatt
  • Laubblatt
  • Brenner
  • Reagenzglas
  • Reagenzglashalter
  1. Blatt in Reagenzglas
  2. Erhitzen
  • Blatt wird Schwarz => Kohlenstoff enthalten
Nachweis von Chlorophyll in roten Blättern
  • rotes Laubblatt
  • Alkohol
  • Feuerzeugbenzin
  1. Laubblatt mit Alkohol entfärben
  2. Feuerzeugbenzin zugeben
  • roter Farbstoff trennt sich vom grünen Chlorophyll
Bodeneigenschaften



Bodenart
  • Bodneprobe
  • Wasser
  1. Bodenprobe anfeuchten
  2. kneten
  • klebrig/ formbar => Ton
  • samtig/ mehlig => Schluff
  • nict haftend => Sand
Bodenreaktion
  • 50g Bodenprobe
  • 10ml destiliertes Wasser
  • Unitestpapier
  1. Boden mit destilierte Wasser aufgeschwemt
  2. filltriert
  3. mit Uniteststreifen getestet
  • je nach Färbung = basisch, neutral, sauer
Kalkgehalt
  • Bodenprobe
  • verdünnt Salzsäure
  • Uhrglsaschale
  1. Boden auf Uhrglasschale
  2. Salzsäure aufträufeln
  • kein Aufbrausen = <0,5% Kalk
  • schwaches, kurzes Aufbrausen = 0,2-2% Kalk
  • kurzes, starkes Aufbrausen = 3-4% Kalk
  • starkes, anhaltendes Aufbrausen = über 5% Kalk
Wassergehalt
  • Bodenprobe
  • Porzelanschale
  • Waage
  • Trockenschrank
  1. Bodenprobe wiegen
  2. auf Porzelanschale geben
  3. im Trockenschrank 24h trocknen bei 105°
  4. 4. nochmals wiegen
  • Differenz ergibt absuluten Wassergehalt
  • Prozentualen Wassergehalt berechnen
    • Sandboden max 19%
    • humusreicher Sandboden max 53%
    • Tonboden max 81%
    • Moorboden max 126%
Ionengehalt
  • Bodenprobe
  • destiliertes Wasser
  • Ionenstäbchen
  • Teststäbchen
  1. Boden mit destilierte Wasser aufgeschwemt
  2. filltriert
  3. mit Ionenstäbchen getestet
  • Beweis für Vorhandensein oder Abwesenheit von Ionen
Experimente
Ausgleich von Konzentartionsgefällen
  • Mikroskop
  • Objektträger
  • Rasiermesser
  • Pinsette
  • Wasser
  • Salzlösung
  • destiliertes Wasser
  • Blatt
  • Färbemittel
  1. Abzugspräperat herstellen
  2. Präperat einfärben
  3. Zuckerlösung/ Salzlösung zugeben (hypertone Lösung)
  4. Beobachten
  5. Destiliertes Wasser zugeben (hypotone Lösung)
  6. Beobachten
  • hypertone Lösung
    • eingefärbter Bereich der Zelle wird kleiner
    • => Wasser wird aus der Zelle gepumpt um das Konzentationsgefälle zu verringern
  • hypotone Lösung
    • eingefärbter Bereich nimmt wieder zu
    • bis zum platzen der Zelle
    • => Wasser wird in die Zelle gepumt um das Konzentrationsgefälle zu verringern
Mikroskopie von Mundschleimhautzellen
  • Zahnstocher
  • Objektträger Deckgläschen
  • Färbemittel (Fuchsinlösung oder Mytelenblau-Lösung)
  • Mikroskop
  1. Entnahme der Mundschleimhautzellen
  2. Aufbringen der Schleimhautzellen auf einen Objektträger
  3. Trocknen des Abstrichs
  4. Färben des Präperates
  5. Abspülen der Färbelösung
  6. Aufbringen eines Deckglases
  7. Betrachten des Präperates
  • Bei weiblichen Zellen ist im Zellkern das BAR-Körperchen zu erkennen


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2005-03-06
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